Für viele unserer Fragestellungen setzen wir mikrofluidische Systeme aus Glas, PDMS oder Kunststoff ein. Diese Systeme bieten entscheidende Vorteile für die Manipulation von Zellen und Partikeln in geringen Probenmengen und erlauben die Parallelisierung und Automatisierung der entsprechenden Protokolle. Effekte, die in makroskopischen Systemen vernachlässigbar sind, können auf Größenordnung von wenigen Mikrometern dominieren. Insbesondere der kontrollierte Stofftransport über Diffusion und laminare Strömung ist ein entscheidender Vorteil mikrofluidischer Systeme, den wir für neuartige zellbiologische Analysen nutzen, welche mit heutigen Standardmethoden noch nicht realisierbar sind.

Chemotaxis bezeichnet die gerichtete Migration von Zellen im Konzentrationsgradienten einer stimulierenden Substanz und spielt eine zentrale Rolle bei vielen wichtigen biologischen Prozessen wie Embryonalentwicklung, Immunabwehr oder Krebs. Das Verständnis der zugrunde liegenden molekularen Mechanismen ist essentiell, wenn neue, an diesen Prozessen ansetzende Wirkstoffe entwickelt werden sollen. Leider können mit klassischen Chemotaxis-Assays die experimentellen Rahmenbedingungen zur Untersuchung von Chemotaxis oft nur unzureichend kontrolliert werden.

Um diese Limitationen zu überwinden, verwenden wir mikrofluidische Systeme, mit denen hochgradig stabile Konzentrationsgradienten erzeugt und die Migration der stimulierten Zellen über Stunden dynamisch erfasst werden kann. Die Gradienten werden dabei unter laminaren Strömungsbedingungen durch Diffusion zwischen zwei parallelen Teilströmungen generiert. Durch die Variation von Strömungsgeschwindigkeiten kann die Steilheit des Gradienten eingestellt und dieser an verschiedenen Positionen im mikrofluidischen Kanal positioniert werden. Hierdurch kann die Stimulation von Zellen mit löslichen Faktoren örtlich und zeitlich sehr flexibel variiert und an die jeweiligen Versuchsbedingungen angepasst werden.

Die Wechselwirkung von Zellen mit ihrer Umgebung ist ein wirkungsvoller Mechanismus, zelluläre Zustände in vivo zu kontrollieren. Für die Entschlüsselung der dabei beteiligten Signaltransduktionsprozesse müssen definierte Ereignisse entlang der zellulären Signalkaskade erfasst und ihre wechselseitige Beziehung zueinander aufgeklärt werden. Dies kann von Ensemble-Messungen nicht geleistet werden, da die Mittelung biologischer Daten immer eine Missachtung der Variabilität des Antwortverhaltens individueller Zellen darstellt und dadurch verschwommene Resultate liefert. Nur eine Multiparameteranalyse auf Einzelzellebene kann die entscheidenden Informationen liefern, die für ein detailliertes Verständnis zellulärer Signalwege unabdingbar sind.

In unserer Arbeitsgruppe entwickeln wir Techniken und Verfahren, mit denen die Mikroumgebung einzelner Zellen gezielt manipuliert werden kann, wodurch den Zellen lösliche bzw. oberflächengebundene Stimuli individuell und sehr kontrolliert präsentiert werden können. Die dabei ausgelösten zellulären Signaltransduktionsprozesse werden auf unterschiedlichen zeitlichen Ebenen analysiert. So können wichtige biologische Prozesse wie interzelluläre Kommunikation oder die Differenzierung von Zellen sehr präzise und unter reproduzierbaren Umgebungsbedingungen untersucht werden.

Für eine umfassende Nutzung zellbasierter medizinischer Therapieverfahren ist die präzise und schonende Manipulation lebender Zellen eine Grundvoraussetzung. Leistungsfähige Techniken zur gezielten Prozessierung von Zellen und deren Kultivierung unter definierten Rahmenbedingungen spielen insbesondere bei der Differenzierung von Stammzellen, Zelltherapie oder Tissue Engineering eine große Rolle.

Da die meisten Zellen von Interesse zur Aufrechterhaltung ihrer Funktion und Vitalität die Anhaftung an Substrate benötigen, birgt die gezielte Steuerung der zelladhäsiven Eigenschaften der Substratoberfläche enorme Möglichkeiten für die Assemblierung von Zell- oder Gewebe­verbänden (z. B. für die Bildung artifizieller Stammzellnischen oder den Aufbau künstlicher neuronaler Netzwerke) aber auch für die Automatisierung der Zellkultivierung.

Wir forschen in unserer Arbeitsgruppe an Oberflächenbeschichtungen aus sog. schaltbaren Polymeren, die bei Temperaturänderungen ihr Bindungsverhalten zu Proteinen und Zellen verändern. Wir verwenden diese Polymerbeschichtungen als Zellkultursubstrate und sind somit in der Lage, zellfreundliche und zellabweisende Areale temperaturabhängig schalten zu können. Je nach Temperatur können so Zellen an die Oberfläche anhaften und auch wieder abgelöst werden, wodurch der Aufbau von Co-Kulturen für die verschiedensten Fragestellungen möglich wird. Ein weiterer Vorteil dieser Methode gegenüber herkömmlichen, enzymbasierten Zellablösungsprotokollen (Trypsin) ist die Erhaltung der Funktionalität der Membranproteine. Dadurch können die Zellen unmittelbar für elektrophysiologische Analysen, Durchflusszytometrie oder auch in Untersuchungen zur Zell-Zell Kommunikation eingesetzt werden.

Das Mikro-Kontakt-Stempeln (engl. "Micro-Contact Printing“) ist eines der Verfahren, welches wir verwenden, um die Mikroumgebung von Zellen nachzubilden. Es können so Oberflächen mit fast beliebig strukturierten Beschichtungen hergestellt werden, deren Einfluss auf lebende Zellen wir untersuchen und optimieren.

Mittels dieser von George M. Whitesides entwickelten Methode können Biomoleküle auf Oberflächen so aufgestempelt werden, dass eine strukturierte Beschichtung entsteht. Dabei wird ein Stempel aus Silikongummi (Poly-(dimethyl-siloxan), PDMS) mit einer Lösung des zu übertragenden Biomoleküls benetzt, getrocknet und auf die zu beschichtende Oberfläche aufgedrückt. Ist der Stempel strukturiert, überträgt sich dessen Struktur als „Negativ“ auf die Oberfläche, so wie man es z. B. von einem normalen Firmenstempel her kennt. Das Besondere des Micro-Contact Printing ist, dass man sehr feine Strukturen übertragen kann, die bis weit unterhalb eines Mikrometers aufgelöst sind. Die Übertragung wird zweckmäßigerweise durch chemische und physikalische Modifikation der beiden Oberflächen optimiert.

Stammzellen sind Zellen, die im Gegensatz zu Gewebezellen keine organspezifische Aufgabe erfüllen wie z. B. Übertragung von Signalen oder Immunabwehr. Sie sind diejenigen Zellen, aus denen sich die unterschiedlichen Gewebezellen entwickeln, indem sie "differenzieren". Stammzellen gehören zu den großen Hoffnungsträgern der Medizin. Wäre es möglich, ihre Differenzierung genau zu kontrollieren, könnten sie in Zukunft eine unglaublich reichhaltige Quelle für Ersatz-Gewebe zur Implantation in Patienten darstellen. Heilbar wären damit Krankheiten wie z. B. Diabetes, M. Parkinson, Herzinsuffizienz oder Arthritis. Auch Zustände nach Verletzungen könnten verbessert werden, wie z. B. Querschnitts­lähmungen, Verbrennungen oder Sportunfälle (Knorpelschäden).

Wir wissen heute, dass die Differenzierung von Stammzellen im Organismus stark über ihre Mikro-Umgebung kontrolliert wird. Stammzellen haben ein genau definiertes Umfeld aus anderen Zellarten sowie extrazellulären Proteinen. Über Veränderungen dieser sogenannten "Nische" wird der Stammzelle ein Signal gegeben, z. B. zu ruhen, sich zu vermehren oder zu differenzieren.

Leider ist die Beobachtung solcher Abhängigkeiten technisch schwierig, da man nicht mit einer flachen Schicht Zellen in Kultur arbeitet, sondern im werdenden Embryo oder im ausgewachsenen Organismus versuchen muss, einzelne Zellen zu verfolgen, zu mikroskopieren, zu färben und zu manipulieren, ohne einen unerwünschten Einfluss auf sie auszuüben. Dies wird teilweise an einfachen Organismen wie C. elegans (Fadenwurm) und D. melanogaster (Fruchtfliege) durchgeführt. An komplexeren Systemen, besonders im Menschen, bestehen zurzeit jedoch noch unüberwindbare Schwierigkeiten.

Wir entwickeln Ansätze, um die "Nische" von Stammzellen künstlich nachzubilden und sie so unter ein Mikroskop zu exportieren. Damit wird es möglich, das Verhalten einzelner Stammzellen in ihrer physiologischen Umgebung zu studieren und wertvolle Erkenntnisse über Grundlagen wie Möglichkeiten zur Beeinflussung der Stammzell-Differenzierung zu gewinnen. Ein fernes Ziel ist dabei die kontrollierte Differenzierung und Präparation einzelner Zellen im Chipformat.